Partículas de criogel adhesivas para salvar defectos tisulares confinados e irregulares

May 15, 2023

Military Medical Research volumen 10, Número de artículo: 15 (2023) Citar este artículo

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La reconstrucción de los tejidos dañados requiere hemostasia superficial y puentes de tejido. Los tejidos con daños resultantes de traumatismos físicos o tratamientos quirúrgicos pueden tener topografías superficiales arbitrarias, lo que dificulta la formación de puentes entre tejidos.

Este estudio propone un adhesivo tisular en forma de partículas adhesivas de criogel (ACP) a base de quitosano, ácido acrílico, 1-etil-3-(3-dimetilaminopropil) carbodiimida (EDC) y N-hidroxisuccinimida (NHS). El rendimiento de la adhesión se examinó mediante la prueba de pelado de 180 grados en una colección de tejidos que incluían corazón, intestino, hígado, músculo y estómago porcinos. La citotoxicidad de los ACP se evaluó mediante la proliferación celular de células hepáticas normales humanas (LO2) y células epiteliales intestinales humanas (Caco-2). El grado de inflamación y la biodegradabilidad se examinaron en modelos de rata subcutánea dorsal. La capacidad de los ACP para salvar defectos de tejido irregular se evaluó utilizando corazón, hígado y riñón porcinos como modelos ex vivo. Además, se estableció un modelo de reparación de ruptura hepática en ratas y una anastomosis intestinal en conejos para verificar la efectividad, biocompatibilidad y aplicabilidad en cirugía clínica.

Los ACP son aplicables a defectos tisulares confinados e irregulares, como surcos profundos en espiga en los órganos del parénquima y secciones anulares en los órganos cavernosos. Los ACP formaron una fuerte adhesión entre los tejidos [(670,9 ± 50,1) J/m2 para el corazón, (607,6 ± 30,0) J/m2 para el intestino, (473,7 ± 37,0) J/m2 para el hígado, (186,1 ± 13,3) J/ m2 para el músculo y (579,3 ± 32,3) J/m2 para el estómago]. Los ACP mostraron una considerable citocompatibilidad en el estudio in vitro, con un alto nivel de viabilidad celular durante 3 días [(98,8 ± 1,2) % para LO2 y (98,3 ± 1,6) % para Caco-2]. Tiene una reparación de la inflamación comparable en un hígado de rata roto (P = 0,58 en comparación con el cierre con sutura), lo mismo que con la anastomosis intestinal en conejos (P = 0,40 en comparación con la anastomosis con sutura). Además, la anastomosis intestinal basada en ACP (menos de 30 s) fue notablemente más rápida que el proceso de sutura convencional (más de 10 min). Cuando los ACP se degradan después de la cirugía, los tejidos sanan a través de la interfaz de adhesión.

Los ACP son prometedores como adhesivo para operaciones clínicas y rescate en el campo de batalla, con la capacidad de salvar defectos de tejido irregular rápidamente.

En la práctica terapéutica, los cirujanos suelen realizar suturas convencionales para reconstruir los tejidos lesionados, que se destruyen automáticamente en fragmentos con defectos confinados e irregulares. Por ejemplo, un traumatismo violento puede fracturar extremidades y órganos, lo que da lugar a heridas con surcos estrechos y profundos [1,2,3,4]. Los vasos sanguíneos y los tractos intestinales pueden cortarse durante la cirugía, lo que da como resultado secciones transversales anulares irregulares [5,6,7,8]. La reconstrucción de tejidos requiere hemostasia superficial y unir tejidos separados. Sin embargo, unir tejidos confinados con superficies irregulares es un desafío. La sutura ha sido el método más frecuente para unir tejidos, pero el procedimiento puede consumir mucho tiempo para tejidos de forma irregular [9] y tiene una alta tasa de fuga en las interfaces o a través de los orificios [10, 11].

Los adhesivos son una forma prometedora de unir tejidos [12]. Se han utilizado varios adhesivos tisulares, incluidos cianoacrilato, fibrina, pegamentos de polietilenglicol, nanopartículas, adhesivos bioinspirados e hidrogeles. Sin embargo, se han destacado varios inconvenientes, como la falta de biocompatibilidad (p. ej., cianoacrilato [13,14,15]) y la débil adhesión a los tejidos (p. ej., fibrina [16,17,18], polietilenglicol [19, 20], nanopartículas [21] y adhesivos bioinspirados [22]). Por el contrario, los hidrogeles adhesivos tienen una excelente biocompatibilidad y exhiben una fuerte adhesión a los tejidos, liberación controlada de fármacos y capacidades de tratamiento de heridas [23,24,25,26]. Sin embargo, los hidrogeles prefabricados tienen una aplicabilidad limitada para defectos de tejidos confinados e irregulares [27, 28]. Aunque las cintas de hidrogel pueden adherirse a las superficies de los tejidos con adherencias ultrafuertes y tolerantes a fallas [29], la fuga capilar interna no se puede prevenir ya que las cintas se aplican fuera de los defectos. En el caso de precursores de hidrogel aplicados directamente a defectos tisulares arbitrarios, los hidrogeles resultantes siempre son débiles y el proceso de gelificación puede requerir estímulos externos (p. ej., exposición ultravioleta [30], calentamiento [31, 32] y cambio de pH [27] ), que no son aplicables en las interfaces tejido-tejido. Aunque los adhesivos tisulares a base de pastas y partículas secas poseen ventajas al aplicarse a defectos tisulares confinados e irregulares [33,34,35,36,37,38], los agentes no degradables junto con esos hidrogeles quedarían retenidos en los tejidos como obstáculos para el intercambio de materiales. y cicatrización de tejidos a través de las interfases. Un informe reciente mostró un coacervado capaz de encajar en sitios objetivo irregulares [39], pero tomó mucho tiempo (aproximadamente 10 minutos) para convertirse en un hidrogel y la falta de biodegradabilidad limita su aplicación entre la superficie del tejido. En general, un adhesivo tisular ideal debe cumplir tres requisitos: 1) los adhesivos deben poder adherirse a las interfaces de defectos tisulares confinados e irregulares [6, 7]; 2) la adhesión interfacial debe formarse rápidamente y ser lo suficientemente fuerte para soportar las cargas mecánicas impuestas [40]; 3) los adhesivos reservados deben ser biocompatibles y biodegradables para que no impidan el intercambio de material y la cicatrización de los tejidos [12].

Para superar los defectos de tejido confinados e irregulares, diseñamos y sintetizamos las partículas de criogel adhesivo (ACP), que eran diferentes de los adhesivos anteriores en preparación y aplicación. En preparación, los ACP se sintetizaron mediante el proceso de liofilización y trituración de un hidrogel. Los adhesivos resultantes eran similares a partículas, distintos de la mayoría de los otros adhesivos tales como cinta adhesiva, pegamento y precursores en morfología. Los ACP podrían obtenerse a través de una estrategia sintética rápida, suave y rentable, ya que las cadenas de ácido poliacrílico están unidas a las cadenas de quitosano a través de la 1-etil-3-(3-dimetilaminopropil) carbodiimida (EDC)/N-hidroxisuccinimida ( NHS), en lugar de utilizar el costoso polímero biológico pretratado. En la aplicación, los ACP se diferencian de otros adhesivos por su capacidad para aplicarse no solo a las superficies de los tejidos sino también a las interfaces tejido-tejido. Los ACP sirvieron como elementos básicos que unen los tejidos punto por punto. Los ACP de tamaño micro se pueden aplicar fácilmente a superficies de tejido de forma irregular y formar adherencias. Las partículas se fabricaron para ser porosas, de modo que pudieran absorber rápidamente el agua residual de los tejidos, convirtiéndose en hidrogeles adhesivos sin estimulación. Los hidrogeles adhesivos contienen grupos funcionales que forman una adhesión fuerte e instantánea a las superficies de los tejidos. Por lo tanto, los ACP se utilizaron para unir tejidos en 10 s con energías de adhesión interfacial comparables a la energía de fractura de los tejidos. También se validó la biocompatibilidad y biodegradabilidad en cultivo celular e implantación subcutánea dorsal. Este estudio demuestra que es factible la aplicación de ACP en varios tejidos destruidos in vivo y ex vivo. Los ACP con adaptación a superficies de tejido arbitrarias exhiben instantáneamente fuertes adherencias y tienen una excelente biocompatibilidad. Son prometedores como adhesivos para unir tejidos en numerosas cirugías clínicas.

Todos los estudios en animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) en la Universidad de Zhejiang (#ZJU20220181) y el cuidado postoperatorio fue supervisado por el personal del Centro Experimental Animal del Hospital Sir Run-Run Shaw, Universidad de Zhejiang.

Para preparar el hidrogel adhesivo, ácido acrílico (AAc, Aladdin), quitosano (MW = 30 000, Macklin), ácido α-cetoglutárico (α-keto, Sigma-Aldrich), NHS (Macklin) y EDC (Yuanye Bio-Technology) fueron usados. Se usó solución salina para purificar el hidrogel mencionado anteriormente y para eliminar el AAc sin reaccionar. Se usó nitrógeno líquido para liofilizar hidrogeles preparados que produjeron ACP. Durante la prueba de biodegradación in vitro, se utilizaron solución salina tamponada con fosfato de Dulbecco (DPBS, sin calcio y magnesio, Gibco), lisozima (Sigma-Aldrich) y pancreatina (Solarbio). En la prueba de pelado de 180 grados, se utilizaron acrilamida (AAm, Aladdin), N, N'-metilenbisacrilamida (MBAA, Sigma-Aldrich) y ácido α-cetoglutárico (α-ceto, Sigma-Aldrich) para preparar un hidrogel resistente. . Además, la capa de respaldo rígida aplicada para los tejidos y el hidrogel resistente estaba hecha de películas de poli (metacrilato de metilo) (70 μm de espesor, Anyuan Tech) y pegamento instantáneo (PR100, 3 M).

Para preparar el adhesivo, se añadieron 0,02 g de quitosano, 0,01 g de EDC y 0,004 g de NHS a 5 ml de agua desionizada y luego se agitó. Se añadió gota a gota 1 ml de AAc a la mezcla y el quitosano se disolvió por completo. Cuando el líquido de la suspensión se transformó en una solución, se añadieron 100 μl de solución de α-ceto (0,1 mol/l en agua desionizada) al precursor como iniciador. Después del desespumante ultrasónico, la solución preparada se transfirió a una jeringa y se usó como molde en condiciones anaeróbicas. A continuación, la jeringa se expuso a radiación ultravioleta (UV) (365 nm, 500 mJ/cm2 de potencia) durante 60 min. Se retiró el hidrogel de la jeringa y se sumergió en 250 ml de solución salina durante 72 h. Las soluciones salinas se renovaron diariamente para eliminar el monómero acrílico residual (Archivo adicional 1: Fig. S1a, b).

Para la preparación de ACP, el bloque de hidrogel adhesivo purificado se sumergió en nitrógeno líquido y se congeló por completo. Luego, el hidrogel congelado se molió durante 30 s para obtener polvo de hidrogel congelado. El polvo se liofilizó durante 72 h. Los ACP se sellaron en una bolsa de papel de aluminio y se almacenaron en una caja seca con desecantes antes de su uso (Archivo adicional 1: Fig. S1c, d).

A menos que se indique lo contrario, todos los tejidos y las muestras de hidrogel se lavaron con PBS antes de sumergirlas en ACP y luego se presionaron durante 10 s (con una presión de 6,25 kPa aplicada por peso). Todas las muestras para ensayos mecánicos se cortaron en trozos de 2 cm de ancho y 8 cm de largo. El espesor de las muestras osciló entre 2 y 5 mm dependiendo de la morfología geométrica de los tejidos. Una prueba de pelado estándar de 180 grados (5465, Instron) midió la dureza interfacial a una velocidad de pelado constante de 100 mm/min. En la curva representativa de fuerza-desplazamiento, la fuerza aumentó y alcanzó una meseta que muestra que la muestra adherida se pela en un estado estable (Archivo adicional 1: Fig. S2). La fuerza meseta se calculó a partir del valor promedio en el proceso de pelado continuo. La dureza interfacial es igual al doble de la fuerza de meseta dividida por el ancho de la muestra. Se adjuntó una película de poli(metacrilato de metilo) a las muestras utilizando pegamento instantáneo como capa de respaldo. El punto adquirido por la prueba de pelado de 180 grados se repitió de 3 a 5 veces como media y desviación estándar.

Para medir la degradabilidad de los ACP, los ACP se sumergieron en dos soluciones enzimáticas diferentes por separado. Para la prueba de degradación en la solución de pancreatina, se sumergieron ACP (~ 0,1 g) en 10 ml de solución de tripsina disponible comercialmente. Para el ensayo de degradación en solución de lisozima, se añadieron 500 µl de solución acuosa de lisozima de 1 mg/ml a 10 ml de DPBS. Luego, la solución de pancreatina se reemplazó con lisozima. Todas las muestras se sellaron en viales de vidrio (20 ml) y se incubaron a 37 ℃ con agitación a 220 rpm. Cada 2 días, los ACP restantes se recuperaron de los medios. En primer lugar, la muestra se centrifugó para eliminar los productos de degradación de los ACP y las sales de PBS. Luego, los ACP se lavaron tres veces con agua desionizada. Finalmente, la muestra fue liofilizada y pesada. Se usó la proporción de la masa de los ACP liofilizados restantes a la de los ACP originales para determinar la degradación.

Los ACP y otros tejidos adheridos a los ACP se examinaron con un microscopio electrónico de barrido (GEMINI 300, ZEISS). En detalle, la muestra de tejido adherido a ACP se cortó en pequeños trozos cuadrados (ancho lateral = 5 mm) seguido de inmersión en nitrógeno líquido para fijar la forma. Luego, la muestra criocongelada se liofilizó y se usó pulverización catódica de platino para mejorar la calidad de la imagen (Archivo adicional 1: Fig. S3).

Se utilizó un FTIR de transmisión (iS50, Thermo Fisher) con el método de gránulos de KBr para caracterizar la composición de los ACP. Cada espectro se escaneó 8 veces con un rango de número de onda de 4000—400 cm−1 y una resolución de 4 cm−1. Los picos de absorción característicos se marcaron en el espectro FTIR (Archivo adicional 1: Fig. S4).

Se utilizó HPLC analítica con columna C18 (HPLC; U3000, Thermo Fisher) para analizar el monómero acrílico residual de los ACP. El analito para HPLC se preparó como sigue. Primero, se incubaron 10 ml de hidrogel adhesivo en 500 ml de solución salina durante 3 días con agitación. El AAc sin reaccionar se difundió desde los hidrogeles adhesivos a la solución salina hasta que se alcanzó el equilibrio. Para evitar la saturación, las soluciones salinas se renovaron diariamente. Luego, el sobrenadante recogido se filtró con un filtro de jeringa estéril de 0,2 μm y se inyectó en el sistema de HPLC para su análisis. Para obtener la curva de calibración, se utilizaron una serie de soluciones estándar de AAc con diferentes concentraciones, es decir, 20 ng/ml, 50 ng/ml, 200 ng/ml, 300 ng/ml y 500 ng/ml. En el procedimiento HPLC, la fase móvil se compone de dos partes: A) solución acuosa de ácido fosfórico al 0,35 % (95 % en volumen) y B) acetonitrilo (5 % en volumen). (Archivo adicional 1: Fig. S5) El caudal se fijó en 1 ml/min, el tiempo de elución fue de 10 min y la detección del eluyente se controló a 210 nm. La concentración del monómero acrílico residual en los ACP se calculó en función de la curva de calibración de concentraciones variables de monómero de ácido acrílico.

Las pruebas de biocompatibilidad in vitro se realizaron utilizando un medio acondicionado con ACP para cultivo celular (Archivo adicional 1: Fig. S6). Para preparar el medio acondicionado con ACP para las pruebas de biocompatibilidad in vitro, se incubó 1 mg de ACP en 1 ml de medio Eagle modificado por Dulbecco (DMEM) suplementado con suero bovino fetal al 10 %, penicilina al 1 % y estreptomicina al 1 % a 37 ℃ durante 24 horas Se usó DMEM prístino sin ACP como control. Se sembraron células LO2 o Caco-2 en placas de 96 pocillos a una densidad de 3000 células/pocillo y se mantuvieron durante la noche en DMEM. A continuación, las células preparadas se trataron con el medio acondicionado con ACP o DMEM prístino. Después de incubar a 37 ℃ durante 24 h/48 h/72 h al 5 % de CO2, se evaluó la viabilidad celular mediante el kit de ensayo de viabilidad LIVE/DEAD® para células de mamíferos (Thermo Fisher Scientific), que proporciona una viabilidad celular de fluorescencia de dos colores. ensayo que se basa en la determinación simultánea de células vivas y muertas con dos sondas que miden parámetros reconocidos de viabilidad celular. El protocolo se demostró a continuación: 1) Descongelar viales; 2) Transferir Live Green (Comp. A) a Dead Red (Comp. B); 3) Mezcle para crear una solución de trabajo 2X; 4) Agregue un volumen igual de solución de trabajo 2X a las células dentro de las 2 h; 5) Incubar durante 15 min a 20 ℃—25 ℃; 6) Celdas de imagen. Y se utilizó un microscopio confocal (LSM900, ZEISS) para obtener imágenes de células vivas (verde) y células muertas (roja) en longitudes de onda de excitación/emisión de 495 nm/515 nm y 495 nm/635 nm, respectivamente. Se usó Cell Counting Kit-8 (Yeason, China) para medir la proliferación celular como se indica de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Se usó un espectrofotómetro multiscan (Thermo Scientific) para medir la absorbancia a 450 nm.

Se utilizaron ratas Sprague-Dawley hembra (225 g a 250 g) para las pruebas de biocompatibilidad y biodegradabilidad. Todas las ratas (n = 30) se asignaron aleatoriamente al grupo de ACP (n = 15) y al grupo de gel de fibrina (Hanbang, China) (n = 15) para evaluar la biocompatibilidad y la biodegradabilidad de las ACP. Subgrupos como: ACP D3 (n = 5), ACP W1 (n = 5), ACP W2 (n = 5), gel de fibrina D3 (n = 5), gel de fibrina W1 (n = 5) y gel de fibrina W2 ( n = 5). Antes de la implantación, los ACP y el gel de fibrina se prepararon en un entorno estéril. Para la implantación de ACP o el gel de fibrina en el espacio subcutáneo dorsal, las ratas se anestesiaron mediante la administración intraperitoneal de ketamina (80 mg/kg). Se eliminó el pelo de la espalda de las ratas y se colocaron sobre una almohadilla térmica durante la cirugía. Después de realizar una incisión en la piel de 1 cm en el centro del lomo de la rata, se realizó una disección roma de 1/2 cm desde la incisión hacia la cabeza de la rata para crear un espacio para la implantación. Se implantaron subcutáneamente 1 mg de ACP o 0,1 ml de gel de fibrina. Se colocaron hasta tres implantes por rata con la verificación de la ausencia de superposición entre cada espacio. La incisión posterior se cerró con puntos sueltos (4-0 Prolene, Ethicon). Todos los experimentos se realizaron en un ambiente estéril. El día 3, la semana 1 y la semana 2 después de la implantación, las ratas fueron sacrificadas por inhalación de CO2. Las regiones subcutáneas de interés se diseccionaron y se fijaron en formalina al 10 % durante 24 h para análisis histológicos. Se recolectó sangre para análisis dos semanas después de la implantación (Archivo adicional 1: Fig. S7).

Para la reparación de la ruptura del hígado en ratas, se asignaron al azar ratas Sprague-Dawley hembra (225 g a 250 g) (n = 30) al grupo de ACP (n = 15) y al grupo de sutura (n = 15). Subgrupos como: ACP D3 (n = 5), ACP W1 (n = 5), ACP W2 (n = 5), sutura D3 (n = 5), sutura W1 (n = 5) y sutura W2 (n = 5) ). Las ratas se anestesiaron mediante la administración intraperitoneal de ketamina (80 mg/kg). Se eliminó el vello abdominal y las ratas se colocaron sobre una almohadilla térmica durante la cirugía. El hígado se expuso a través de una incisión abdominal en la línea media. Los cirujanos usaron un punzón de biopsia (Miltex) para hacer una incisión de 4 mm de diámetro y 7 mm de profundidad en el hígado. Se aplicaron ACP (2 mg) en el orificio perforado y luego se presionaron suavemente durante 10 s para reparar la ruptura. Para el grupo de sutura, también se agregaron suturas interrumpidas (5-0 Prolene, Ethicon) para reparar la ruptura. Finalmente, se cerró el peritoneo con puntos continuos (4-0 Prolene, Ethicon) y el abdomen con puntos interrumpidos (4-0 Prolene, Ethicon). Todos los experimentos se realizaron en un ambiente estéril. En la semana 2 después de la operación, las ratas fueron sacrificadas por inhalación de CO2 y se recolectó la sangre para su análisis (Archivo adicional 1: Fig. S8). Las regiones de interés de la reparación de la rotura hepática se disecaron y fijaron en formalina al 10 % durante 24 h para el análisis histológico.

Para la reconstrucción de tractos digestivos como la anastomosis intestinal, se asignaron aleatoriamente conejos de Nueva Zelanda (2000 ga 2500 g) (n = 30) al grupo de ACP (n = 15) y al grupo de sutura (n = 15). Subgrupos como: ACP D3 (n = 5), ACP W1 (n = 5), ACP W2 (n = 5), sutura D3 (n = 5), sutura W1 (n = 5) y sutura W2 (n = 5) ). Después de un ayuno de 24 h, los conejos fueron anestesiados mediante la administración intraperitoneal de ketamina (80 mg/kg). Quitamos el pelo abdominal de los conejos y los colocamos sobre una almohadilla térmica durante la cirugía. Los intestinos delgados se expusieron a través de la incisión abdominal en la línea media. Con sus vasos marginales ligados, realizamos anastomosis intestinales laterolaterales con ACP. El área no quirúrgica se cubrió con una gasa para evitar un contacto inesperado con las ACP. Los ACP se esparcieron cuidadosamente sobre el costado de los intestinos con un pequeño recogedor de acero inoxidable. El intestino con ACP se unió a otra sección del intestino de la misma longitud y se mantuvo durante 10 s.

A través de una mini incisión al final de la anastomosis, disecamos el intestino conjuntivo 1 cm longitudinalmente y retiramos limpiamente el contenido del intestino. Después de retirar el contenido intestinal, limpiar la luz y desinfectar la miniincisión, se cerró la miniincisión invirtiendo puntos sueltos (6-0 Prolene, Ethicon) para lograr la anastomosis intestinal laterolateral. Se estableció un grupo control positivo con anastomosis intestinal laterolateral convencional mediante incisión longitudinal de 1 cm en los costados intestinales e inversión de suturas interrumpidas (6-0 Prolene, Ethicon). Todos los experimentos se realizaron en un ambiente estéril. Después de 24 h, los conejos recibieron una dieta líquida y una dieta normal después de 48 h. En la semana 2 después de la operación, se recolectó sangre para análisis (Archivo adicional 1: Fig. S9), y luego los conejos fueron sacrificados por inhalación de CO2. Las regiones de interés de los sitios de anastomosis se disecaron y fijaron en formalina al 10% durante 24 h para análisis histológicos.

La evaluación histológica ciega fue realizada por un patólogo del Departamento de Patología del Hospital Sir Run-Run Shaw de la Universidad de Zhejiang. Las imágenes representativas se proporcionaron en el estudio. Se examinó la histopatología de las secciones de hígado y de intestino con la puntuación de la inflamación (infiltración de linfocitos y neutrófilos) [41]. El grado de inflamación se demostró a continuación: 1) Grado 0, sin células inflamatorias; 2) Grado 1, < 10 infiltración de células inflamatorias por campo de alta potencia (HPF); 3) Grado 2, > 10 infiltración de células inflamatorias por HPF con ≤ 50% de la submucosa alrededor de la herida; 4) Grado 3, infiltración de células inflamatorias con > 50% de la submucosa alrededor de la herida (Archivo adicional 1: Fig. S10).

GraphPad Prism 8 (GraphPad Software, Inc., La Jolla, CA) se utilizó para realizar la significación estadística de todos los estudios de comparación en este artículo. En el análisis estadístico para la comparación entre múltiples muestras, se utilizó la prueba t de Student, mientras que se realizó un análisis de varianza unidireccional (ANOVA) seguido de la prueba de comparación múltiple de Tukey para la comparación entre múltiples grupos de datos. En el análisis estadístico entre dos grupos de datos, la significación estadística y los valores de P se determinan mediante la prueba t de Student. Se consideró significativo un valor AP de < 0,05.

Los ACP están diseñados para unir tejidos en cuatro etapas de la siguiente manera (Fig. 1). 1) Aplicación: los ACP se muelen al tamaño de micras para que puedan aplicarse y adaptarse a defectos de tejido a escala de micras para adaptarse a topografías de superficies confinadas e irregulares. Los ACP son pequeños pero resistentes al viento y se pueden aplicar a las superficies de los tejidos mediante polvo, inmersión, etc. (Fig. 1a). 2) Agregación: las superficies de los tejidos a menudo están húmedas y sanguinolentas. Los ACP están diseñados para ser porosos para absorber rápidamente la humedad restante del tejido. Después de la absorción, los ACP se hinchan en partículas de hidrogel con propiedades pegajosas. Los hidrogeles consisten en redes de polímeros de ácido poliacrílico reticulado con quitosano que facilitan los enlaces de hidrógeno entre las partículas (Fig. 1b). Como resultado, los ACP se hinchan y agregan en grupos de hidrogel adhesivo. 3) Puente: La red polimérica de ácido poliacrílico tiene ricos grupos de ácido carboxílico. Pueden formar rápidamente enlaces de hidrógeno e interacciones electrostáticas con las superficies de los tejidos. Al adherirse de forma segura a ambos lados de la interfaz de los defectos del tejido, los grupos de hidrogel conectan estos tejidos. 4) Degradación: el quitosano, el agente reticulante de las redes de polímeros de hidrogel, se degrada cuando las enzimas escinden los enlaces glucósidos de su columna vertebral. A medida que el quitosano se degrada, la densidad del reticulante de la red de polímeros disminuye y el hidrogel cambia de un sólido insoluble a una solución de polímero. Con la renovación del tejido, se produce la degradación. El tejido reconstruido cicatriza gradualmente y se eliminan los ACP. Los cambios químicos y físicos de los ACP aplicados entre tejidos a lo largo del tiempo podrían dividirse en los 6 estados mencionados anteriormente, es decir, aplicación, hinchazón, agregación, formación de puentes, degradación y curación del tejido (Fig. 1c). Además, elegimos 4 etapas típicas (aplicación de partículas, hinchazón y agregación, puente para la reconstrucción y degradación después de la curación) para ilustrar los cambios en los ACP internos (Fig. 1d).

Esquemas que ilustran el mecanismo de los ACP en los tejidos puente. Los ACP son aplicables en las interfaces entre tejidos para la formación de puentes. Los surcos profundos en espiga son topografías confinadas e irregulares representativas de tejidos gravemente lesionados y son difíciles de unir con adhesivos. b Los ACP contienen redes poliméricas de quitosano reticuladas con ácido poliacrílico. Forman grupos de hidrogel en las interfaces de tejido, que unen tejidos separados punto por punto con enlaces de hidrógeno e interacciones electrostáticas. c Los cambios de morfología de los ACP y la evolución de la cicatrización del tejido mediante la aplicación de ACP. Después de aplicarse en las interfaces de los tejidos, los ACP se hinchan al absorber el agua residual, se agregan en grupos de hidrogel adhesivo, unen los tejidos con enlaces y se degradan cuando el tejido cicatriza. d La evolución de la cadena de polímeros y la formación de enlaces de los ACP durante la aplicación, el hinchamiento/agregación, los tejidos de puente y la degradación. e Imágenes de microscopio electrónico de barrido de ACP en el estado de preparación de pose, estado hinchado, estado agregado y estado puente. El estado de puente se captura después de que los ACP se usan para unir dos partes del intestino porcino. Partículas de criogel adhesivas ACP

Para crear este diseño, se fabricaron ACP de tamaño micro, porosos, adhesivos, biocompatibles y biodegradables. Se sintetizaron hidrogeles compuestos por redes de ácido poliacrílico reticulado con quitosano (Archivo adicional 1: Fig. S11). El quitosano tiene muchos grupos amida y forma un enlace peptídico por condensación con grupos de ácido carboxílico en ácido acrílico. Se añadió EDC junto con N-hidroxisuccinimida (NHS) para acelerar la condensación. Una cadena de quitosano funciona como reticulante biodegradable de la red de polímeros después de condensarse con más de un monómero de ácido acrílico. La condensación fue validada por la presencia de unidades CN-C, que podrían detectarse utilizando el espectro FTIR de transmisión (Archivo adicional 1: Fig. S4). El hidrogel se curó mediante polimerización por radicales libres de ácido acrílico bajo luz ultravioleta. Luego, el hidrogel se purificó con solución salina para eliminar el monómero de ácido acrílico residual tóxico del ácido poliacrílico, que es biocompatible (Archivo adicional 1: Fig. S5). El hidrogel resultante era adhesivo, blando (módulo de elasticidad de 0,46 kPa) y muy flexible (capaz de estirarse hasta 59,3 pliegues) (Archivo adicional 1: Fig. S12). El hidrogel adhesivo se liofilizó en criogel y se molió en partículas (Archivo adicional 1: Fig. S1). Los ACP resultantes tenían diámetros de ~ 10 μm y eran porosos (tamaño de poro ~ 1 μm). Durante el proceso de adhesión, la morfología de los ACP sufre una serie de transformaciones en el procedimiento de hinchamiento, agregación y formación de puentes. Después de la aplicación, los ACP porosos absorben la humedad y se hinchan, los ACP se transforman rápidamente en partículas de hidrogel no porosas. Luego, estas partículas de hidrogel se agregan entre sí y se convierten en un hidrogel a granel con canales. El hidrogel a granel se adhiere a las superficies de los tejidos y forma puentes en las interfaces tejido-tejido (Fig. 1e). Las propiedades mecánicas del hidrogel a granel se relacionaron con el contenido de agua (Archivo adicional 1: Fig. S13).

Las técnicas de adhesión de los ACP se pueden resumir como unión punto por punto, con muchos puntos formando superficies con topografías arbitrarias. Esta estrategia de adhesión ha sido ampliamente descubierta en la naturaleza (p. ej., las estrellas de mar se adhieren a los arrecifes ásperos usando sus numerosos pies ambulacrales y las hormigas tejedoras tejen hojas para formar nidos usando seda) y ha inspirado la integración de materiales blandos mediante islas puente duras, llamadas grapas moleculares. En esta estrategia, la adhesión es robusta una vez que los diámetros de los puntos de unión son más pequeños que la longitud de sensibilidad a fallas del adhesivo.

Se utilizó una prueba de pelado de 180 grados para evaluar el rendimiento de adhesión de los ACP. En esta prueba, se aplicaron ACP entre dos piezas del mismo material para la adhesión. La energía de adhesión, Γ, se calculó dividiendo por dos la fuerza de pelado medida, F, por el ancho de la muestra, W (Fig. 2a). En primer lugar, se evaluó la dosis de ACP. Se selecciona un hidrogel de poliacrilamida (PAAm) como material modelo para la medición, ya que es muy accesible con características físicas estables que se asemejan a los tejidos blandos. La Figura 2b muestra que la energía de adhesión aumenta drásticamente con dosis bajas de ACP (menos de 8,6 mg/cm2), lo que indica que la cantidad de ACP era inadecuada para cubrir la superficie. Cuando la dosis de ACP superó los 8,6 mg/cm2, la energía de adhesión apenas cambió y se mantuvo constante en alrededor de 612,9 J/m2. Se evaluó el efecto de la degradación sobre el desempeño de la adhesión. Los hidrogeles PAAm se prepararon con agua desionizada, que no puede promover la degradación. Como resultado, los ACP se mantuvieron estables en las interfaces de PAAm y la energía de adhesión se mantuvo después de aplicar los ACP durante 3000 min. Por el contrario, la secreción del estómago y el intestino porcinos puede contener varias enzimas para degradar las ACP. La energía de adhesión de esos tejidos por ACP disminuye a cero después de 1500 min (Fig. 2c). También detectamos la pérdida de peso de los ACP después de que se degradaron y disolvieron en presencia de enzimas lisozima o tripsina (Fig. 2d). Las enzimas en el estómago y el intestino son capaces de degradar rápidamente los ACP. Mientras que la energía de adhesión medida ex vivo solo representa la adhesión de los ACP, los tejidos cicatrizan rápidamente in vivo. La tasa de degradación debe coincidir con la tasa de curación de los tejidos para que los ACP no retrasen la curación del tejido.

Rendimiento de la adhesión interfacial de los ACP. una configuración de pelado de 180 grados para la prueba de energía de adhesión interfacial. b Energía de adhesión para hidrogeles unida por diferentes dosis de ACP. Las pautas se trazaron mediante ajuste lineal. c Energías de adhesión como funciones del tiempo para hidrogeles (los ACP no se degradan) y piezas de estómago (los ACP se degradan) unidas por los ACP. d Biodegradación in vitro de ACP en PBS, PBS con solución de lisozima y pancreatina. e Energía de adhesión de varios tejidos puenteada por ACP. Los valores de p se determinan mediante la prueba t de Student. f Durante las pruebas de pelado de 180 grados, los ACP se alargan y unen los tejidos antes del crecimiento de grietas interfaciales. g Después de despegarse, los ACP permanecen en ambos lados de los tejidos, lo que indica que se ha producido una falla cohesiva a través de las capas de ACP. Los valores en ce representan la media ± SD (las barras de error indican SD; n = 3–5 muestras independientes). Partículas de criogel adhesivo ACP, solución salina tamponada con fosfato PBS

Los ACP pueden unir varios tejidos, incluidos el corazón, el intestino, el hígado, el músculo y el estómago porcinos. La dureza del tejido y su capacidad para formar enlaces con los ACP modifican el rendimiento de la adhesión. Se aplicó la prueba de pelado de 180 grados a cada tejido de 3 a 5 veces con muestras independientes para adquirir la media y la desviación estándar. En consecuencia, la energía de adhesión interfacial varía para diferentes tejidos [(670,9 ± 50,1) J/m2 para el corazón, (607,6 ± 30,0) J/m2 para el intestino, (473,7 ± 37,0) J/m2 para el hígado, (186,1 ± 13,3) J/m2 para músculo y (579,3 ± 32,3) J/m2 para estómago] (fig. 2e). Los ACP se hinchan y se agregan en grupos de hidrogel adhesivo en las interfaces de tejido. Cuando las interfaces se abren por pelado, los grupos de hidrogel se alargan mucho antes de romperse. Esto es especialmente cierto en el caso de los corazones, que tienen la mayor energía de adhesión ya que los grupos de hidrogel se estiran enormemente al pelarlos (Fig. 2f). La conexión entre el alargamiento del grupo de hidrogel y la energía de adhesión se atribuye al mecanismo de endurecimiento del puenteo de grietas, y la deformación del grupo de hidrogel disipa la energía en la punta de la grieta. Las interacciones entre los ACP y el tejido fueron sólidas. La falla cohesiva demuestra que la fuerza de adhesión interfacial es mayor que la fuerza del hidrogel agregado (Fig. 2g).

Examinamos la biocompatibilidad de los ACP por cultivo celular in vitro e implantación subcutánea dorsal in vivo. Se midió la proliferación celular de LO2 y Caco-2 (Fig. 3a-c). El medio acondicionado con ACP no influyó en la proliferación celular en comparación con el medio de control (DMEM prístino). La viabilidad celular se mantuvo en un nivel alto de (98,8 ± 1,2) % para LO2 y (98,3 ± 1,6) % para Caco-2 después de ser cultivadas en medio acondicionado con ACP durante 72 h, que fue comparable al control. La viabilidad celular de LO2 y Caco-2 también fue comparable después de 24 o 48 h de exposición de las células a ACP o no (Archivo adicional 1: Fig. S6). En particular, nuestro objetivo fue explorar la viabilidad celular y la proliferación celular de LO2 y Caco-2 bajo ACP o Control, en lugar de comparar la cantidad de LO2 y Caco-2 bajo ACP. Dos semanas después de la implantación, se recogió sangre para su análisis. Los análisis de sangre de las células inflamatorias, incluidos los glóbulos blancos (WBC), los neutrófilos (NEU), los monocitos (MON) y los linfocitos (LYMPH), fueron comparables entre el grupo sano, el grupo de fibrina y el grupo de ACP, lo que indica la buena biocompatibilidad de ACP ( Figura 4a).

Biocompatibilidad de ACPs in vitro. a Absorbancia fluorescente de LO2 y Caco-2 cuando se cultivan en un medio de control y medio acondicionado con ACP. b Imágenes de microscopía confocal del ensayo vivo/muerto de LO2 (superior) y Caco-2 (inferior) en medio de control y acondicionado con ACP durante 3 días. c Viabilidad celular in vitro de LO2 (superior) y Caco-2 (inferior) en un ensayo vivo/muerto después de un cultivo de 3 días. Partículas de criogel adhesivo ACP, células hepáticas normales humanas LO2, células epiteliales intestinales humanas Caco-2

Biocompatibilidad de ACPs in vivo. a Datos de análisis de sangre representativos de ratas después del implante de ACP durante 2 semanas. ser Imágenes histológicas representativas de ACP después de que se plantan en el espacio subcutáneo dorsal durante 3 días (b), 1 semana (c) y 2 semanas (d). e Imágenes histológicas representativas de la posición de los geles de fibrina después de colocarlos en el espacio subcutáneo dorsal durante 2 semanas (los geles de fibrina se caerían durante el proceso de tinción con H&E). Para cada imagen, se obtienen resultados similares en 4 experimentos independientes adicionales. Partículas de criogel adhesivo de ACP, tejido de granulación GT (indicar las áreas de inflamación), músculo esquelético SM

También investigamos el grado de inflamación y los cambios morfológicos de los ACP después de que se implantaron en modelos de ratas subcutáneas dorsales durante 2 semanas. Observamos los cambios morfológicos de los ACP con el tiempo en las imágenes histológicas, lo que demuestra la degradación de los ACP in vivo (Fig. 4b-d). La evaluación histológica indicó que la reacción inflamatoria desencadenada por los ACP fue leve y comparable a la provocada por la fibrina, un producto comercial de adhesivo tisular (Fig. 4d, e). También observamos los cambios morfológicos de los ACP con el tiempo en las imágenes histológicas, lo que demuestra la degradación de los ACP in vivo (Fig. 4b-d). Recolectamos la sangre de ratas sanas, así como de las ratas a las que se les implantó fibrina o ACP durante 2 semanas. Los análisis de sangre de las ratas fueron comparables entre los 3 grupos sin signos marcados de inflamación y toxicidad sistémica (Archivo adicional 1: Fig. S10).

Los ACP son adaptables a cualquier topografía de superficie. Ilustramos la posible aplicabilidad de puentear defectos confinados en órganos con parénquima y una sección discontinua en órganos cavernosos con interior hueco. Los órganos del parénquima se dañan típicamente con heridas graves, que siempre tienen topografías superficiales irregulares. Para demostrar esto, se utilizó una colección de corazón, hígado y riñones porcinos como modelos ex vivo, y un hígado de rata como modelo in vivo (Fig. 5a, b, Archivo adicional 1: Fig. S14a, b). Para los modelos ex vivo, los tejidos se cortaron con un bisturí para causar heridas en forma de profundos surcos en espiga (más de 10 mm de profundidad). El hígado fue separado en 3 piezas para su consecuente reconstrucción. Después de eliminar la sangre restante, se espolvorearon ACP en la herida profunda. Las reconstrucciones de los tejidos separados se completaron después de mantener las heridas durante 10 s. El hígado separado también se reconstruyó sumergiendo las interfaces en ACP y ensamblando las piezas. Las interfaces de tejido reconstruidas resistieron el pelado debido al puente de ACP (archivo adicional 2). Como la ruptura del hígado es el traumatismo de órganos del parénquima más común, requiere reparación del hígado en el contexto de emergencia. La aplicación de los defectos de pérdida de tejido de los ACP se verificó en un modelo de rata in vivo. Se excavaron agujeros cilíndricos (4 mm de diámetro y 7 mm de profundidad) como heridas en el hígado del modelo de rata. El tamaño de la herida es enorme teniendo en cuenta el diámetro de los hígados de rata (entre 20 y 30 mm). Después de ocluir el flujo de sangre con pinzas hemostáticas y limpiar la sangre residual, se cerró la herida profunda con ACP. No se observó ninguna fuga en el sitio de la herida reparada después de que se reabasteció el hígado con sangre al abrir las pinzas (archivo adicional 3). Se realizaron cinco experimentos in vivo independientes y el modelo de rata expresó un comportamiento normal durante más de 2 semanas después de las cirugías. Las imágenes histológicas adquiridas dos semanas después de la operación mostraron que las células hepáticas crecían a través de la interfaz con una inflamación comparable (Archivo adicional 1: Fig. S10a, mientras que los ACP se degradaban parcialmente (Fig. 5c). Los análisis de sangre de modelos hepáticos fueron comparables entre los 3 grupos sin signos marcados de inflamación y toxicidad sistémica (Archivo adicional 1: Fig. S8).

Aplicaciones de ACPs in vivo y ex vivo. a Un hígado porcino se cortó en tres pedazos con una herida severa en forma de profundos surcos en forma de espiga ex vivo. Después de unir las interfaces de tejido usando ACP, se reconstruyó el hígado. b Se introdujo una herida cilíndrica grave en el hígado de una rata in vivo. Después de unir la superficie interna del daño con ACP, la herida se cerró sin sangrar. c Imágenes histológicas representativas del hígado de rata, después de ser dañado y luego puenteado por ACP (izquierda) o reparado con sutura (derecha) durante dos semanas. d Anastomosis de lado a lado de un intestino grueso porcino utilizando ACP ex vivo. e Anastomosis de lado a lado del intestino delgado de un conejo utilizando ACP in vivo. f Imágenes histológicas representativas del intestino delgado de conejo, después de que se anastomosis de lado a lado usando ACP (izquierda) o sutura (derecha) durante dos semanas. Partículas de criogel adhesivas ACP

Los órganos cavernosos se dañan típicamente por secciones transversales discontinuas. Esto se demostró en los modelos ex vivo del estómago porcino (Archivo adicional 1: Fig. S14c, Archivo adicional 4) e intestino grueso (Fig. 5d, Archivo adicional 5), así como en el modelo in vivo del pequeño conejo intestino (Fig. 5e, archivo adicional 1: Fig. S14d, archivo adicional 6, archivo adicional 7). En los modelos ex vivo, se perforó el estómago dejando una incisión en forma de espiga y se cortó el intestino grueso en secciones anulares. Después de aplicar ACP a la superficie externa del estómago y alrededor de la incisión, las superficies con ACP se doblaron y juntaron. Posteriormente, la incisión se selló sin fugas incluso cuando el estómago estaba lleno de agua. Los ACP se aplicaron a la superficie externa del intestino grueso girando el intestino hacia adentro y sumergiéndolo. El intestino grueso reconectado, con un diámetro de 30 mm, resistió una fuerza de tracción de 4,7 N antes de la ruptura (Archivo adicional 1: Fig. S15). En comparación con la presión de ruptura de 3,7 kPa del intestino fuertemente cosido que filtró aire a través del orificio, los ACP unieron el intestino con una presión de resistencia de 7,8 kPa antes de que fallara la adhesión en la interfaz (Archivo adicional 1: Fig. S16, Archivo adicional 8 ). Siendo la ruptura intestinal el traumatismo de órgano cavernoso más frecuente, siendo necesaria la anastomosis intestinal para la reconstrucción de vías digestivas. En el modelo de conejo in vivo, se realizó la anastomosis intestinal con ACP (Fig. 5e). Durante la cirugía, utilizamos gasas estériles para separar el área quirúrgica (Archivo adicional 1: Fig. S17a), evitando el riesgo de adherencias abdominales. Mientras tanto, también verificamos la permeabilidad intestinal después de la anastomosis intestinal considerando el polvo residual por vía intraluminal (Archivo adicional 1: Fig. S17b). En la semana 2 después de la operación, no observamos adherencias abdominales u obstrucción intestinal en el grupo de ACP (Archivo adicional 1: Fig. S17c). Los conejos modelo expresaron un comportamiento normal 2 semanas después de la operación. La mucosa del intestino se reconstruyó y se unió en 2 semanas con una inflamación comparable (Fig. 5f y Archivo adicional 1: Fig. S10b). En la operación, puentear los intestinos con ACP lleva menos de 30 s, lo que es notablemente más rápido que suturar, que lleva más de 10 min.

Se han desarrollado varios adhesivos tisulares, que van desde citotóxicos hasta biocompatibles y desde adhesión débil a adhesión fuerte. La mayoría de los adhesivos solo son adecuados para el sellado de heridas y funciones hemostáticas, lo cual es insuficiente para tratar lesiones graves como rupturas de órganos y desgarros del sistema digestivo. Estas lesiones requieren unir tejidos distintos con fuertes adherencias tejido a tejido, lo que presenta dificultades adicionales y hace que la mayoría de los adhesivos sean inútiles. Particularmente, se forman adherencias entre tejidos, lo que requiere que los adhesivos sean biodegradables; de lo contrario, se incrustarán en los tejidos en proceso de curación. Además, deben ser discontinuos para mantener la transferencia de masa y el crecimiento de tejido a través de la interfase. Además, los tejidos separados suelen tener topografías superficiales irregulares, y la capacidad de los adhesivos para adaptarse a interfaces confinadas e irregulares es significativa. Esta investigación tuvo como objetivo desarrollar adhesivos tisulares en forma de ACP. Los ACP se pueden obtener a partir de una preparación rápida, suave y económica. También es capaz de llegar a defectos de tejidos confinados e irregulares para su aplicación. Además de cumplir con los requisitos de biocompatibilidad y adhesión de los adhesivos tisulares, también cumplen el criterio de unir tejidos distintos. Los ACP son biodegradables y permiten interfases de tejido discontinuas. Además, la aplicación de ACP es sencilla, lo que es ventajoso para una variedad de procedimientos quirúrgicos porque reduce el tiempo requerido para la reconstrucción del tejido. Comparamos el rendimiento de los ACP con adhesivos tisulares en informes recientes, que incluyen cinta de hidrogel [24, 29], pasta [37], gel de fibrina, pegamento quirúrgico curable con UV [42] y pegamento de cianoacrilato, parche GI [43], coacervato- hidrogel derivado [39], polvo adhesivo [36] (Tabla 1). Los ACP tienen alta energía de adhesión, rápida formación de adhesión, excelente biocompatibilidad, biodegradabilidad y adaptabilidad morfológica. Aunque requiere una distribución cuidadosa para evitar el contacto inesperado de los ACP con tejido irrelevante durante la aplicación de los ACP, todavía tiene una maniobrabilidad suficientemente buena en la práctica clínica.

En este estudio, se caracterizó la adhesión y el rendimiento biológico de los ACP. Las energías de adhesión a varios tejidos son considerables. Es una diferencia notable en la energía de adhesión entre diferentes sustratos de tejido. Esta adhesión dependiente de tejido también existe en informes recientes de fuerte adhesión de tejido basada en hidrogeles resistentes. Por ejemplo, un hidrogel resistente de alginato-poliacrilamida mostró una energía de adhesión diferente en varios tejidos (alrededor de 900 J/m2 para la piel, alrededor de 900 J/m2 para el cartílago, alrededor de 600 J/m2 para el corazón, alrededor de 600 J/m2 para la arteria y alrededor de 200 J/m2 para hígado) [44]. La cinta de hidrogel seco también mostró esta tendencia (más de 710 J/m2 para la piel, 580 J/m2 para el intestino delgado, 450 J/m2 para el estómago, 570 J/m2 para el músculo, 340 J/m2 para el corazón y 190 J/m2). m2 de hígado) [24]. La adhesión a base de quitosano de polímero puente también exhibe energía de adhesión relacionada con el tejido (alrededor de 10 J/m2 para el hígado, alrededor de 25 J/m2 para el corazón, alrededor de 35 J/m2 para la arteria y alrededor de 90 J/m2 para la piel) [27]. La dureza interfacial dependiente del tejido es un problema complejo junto con la bioquímica y la mecánica, que permanece en gran parte sin explorar. Sin embargo, existe una hipótesis general de que el rendimiento de la adhesión dependiente del tejido está relacionado con las propiedades mecánicas de los tejidos y sus interacciones interfaciales con los hidrogeles [45].

Los ACP también exhibieron una biocompatibilidad excelente comparable a los geles de fibrina comerciales. La biodegradabilidad se validó mediante la solución enzimática, la prueba de adhesión tisular y los experimentos in vivo. Debido a la biodegradabilidad y biocompatibilidad, los ACP tienen una aplicación potencial para la administración de fármacos y el tratamiento de heridas. Los ACP son bastante adecuados y tienen ventajas en entornos médicos en los que los tejidos están gravemente lesionados o disecados y tienen varios defectos confinados e irregulares. Hemos demostrado la aplicación de ACP en la reparación de algunos órganos gravemente lesionados y anastomosis intestinales. Aunque no definimos el modelo de enfermedad específico, el procedimiento quirúrgico de la anastomosis intestinal laterolateral es adecuado para enfermedades que requieren una resección segmentaria para la reconstrucción intestinal, como tumores intestinales, enfermedad inflamatoria intestinal y perforación intestinal [46,47,48] . Los ACP también pueden reparar otros órganos no estudiados e incluso tejido cartilaginoso. Los ACP se pueden utilizar en otros procedimientos quirúrgicos, incluida la discectomía lumbar y la restauración de ligamentos, así como en la anastomosis gastrointestinal y pancreática. En lesiones percutáneas, cuando el músculo y la piel están involucrados, y las superficies de los tejidos son regulares, las cintas adhesivas y algunos productos hemostáticos comerciales podrían ser mejores opciones. Las lesiones del intestino son comunes durante la guerra, lo que exige procedimientos de diagnóstico urgentes y tratamiento de emergencia [49]. Los ACP ofrecen una solución favorable para el rescate en el campo de batalla y la atención prehospitalaria de lesiones intestinales, debido a su almacenamiento simple, alta portabilidad y facilidad de fabricación. Además, los médicos de primera línea pueden cerrar defectos del intestino en unos pocos minutos usando ACP con un entrenamiento mínimo.

El estudio tiene algunas limitaciones. Primero, aunque notamos que la energía de adhesión varía para diferentes tejidos, el estudio actual simplemente mide la energía de adhesión a varios órganos porcinos, se deben medir rendimientos de adhesión adicionales a más tejidos para más aplicaciones. En segundo lugar, para los ACP existentes, el ritmo de degradación no es modificable; sin embargo, existe un agente de entrecruzamiento degradable alternativo, y la tasa de degradación debe ajustarse intercambiando entrecruzadores. En tercer lugar, todos los animales son seguidos durante solo dos semanas después de los procedimientos relacionados con ACP; se requieren investigaciones adicionales a largo plazo para evaluaciones biológicas integrales. En cuarto lugar, el exceso de ACP que se esparce fuera del área del defecto por un manejo imprudente puede provocar adherencias abdominales e incluso obstrucción intestinal en la práctica quirúrgica. Los ACP requieren métodos de control de dosis más precisos, y la pulverización electrostática es un método potencialmente eficaz.

En conclusión, los ACP exhiben propiedades mecánicas superiores, biocompatibilidad con los tejidos y adhesión a topografías superficiales arbitrarias. Los ACP proporcionan un posible método para unir tejidos en futuros procedimientos terapéuticos. El enfoque rápido de reparación de defectos de tejido confinados e irregulares por ACP puede proporcionar una base para estudios adicionales sobre estrategias de rescate en el campo de batalla.

Los conjuntos de datos utilizados durante el estudio actual están disponibles del autor correspondiente a pedido razonable.

Ácido acrílico

acrilamida

Partículas de criogel adhesivo

Células epiteliales intestinales humanas

Solución salina tamponada con fosfato de Dulbecco

Medio Eagle modificado de Dulbecco

1-Etil-3-(3-dimetilaminopropil) carbodiimida

Espectroscopio infrarrojo de transformada de Fourier

Tejido de granulación

campo de alta potencia

Cromatografía líquida de alta resolución

Células hepáticas normales humanas

linfocito

N, N'-metilenbisacrilamida

monocitos

neutrófilo

N-hidroxisuccinimida

Microscopía electrónica de barrido

Músculo esquelético

Ultravioleta

leucocito

Faris IB, Raptis S, Fitridge R. Lesión arterial en el miembro inferior por traumatismo cerrado. Aust NZJ Surg. 1997;67(1):25–30.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Goris RJ, Draaisma J. Causas de muerte tras traumatismo cerrado. J Trauma. 1982;22(2):141–6.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Maron BJ, Poliac LC, Kaplan JA, Mueller FO. Impacto contundente en el tórax que conduce a la muerte súbita por paro cardíaco durante la actividad deportiva. N Engl J Med. 1995;333(6):337–42.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Sangster GP, Gonzalez-Beicos A, Carbo AI, Heldmann MG, Ibrahim H, Carrascosa P, et al. Lesiones traumáticas cerradas del parénquima pulmonar, la pleura, la pared torácica y las vías respiratorias intratorácicas: hallazgos de imágenes de tomografía computarizada multidetector. Emergente Radiol. 2007;14(5):297–310.

Artículo PubMed Google Académico

Chlupáč J, Filová E, Bačáková L. Reemplazo de vasos sanguíneos: 50 años de desarrollo y paradigmas de ingeniería de tejidos en cirugía vascular. Res. fisiológica 2009;58(Suplemento 2):S119–40.

Artículo PubMed Google Académico

Hure J, Roman B, Bico J. Envolviendo una esfera adhesiva con una lámina elástica. Phys Rev Lett. 2011;106(17):174301.

Artículo PubMed Google Académico

Lobkovsky A, Gentges S, Li H, Morse D, Witten TA. Propiedades de escalado de las crestas de estiramiento en una lámina elástica arrugada. Ciencia. 1995;270(5241):1482–5.

Artículo CAS Google Académico

Owens CD, Stoessel K. Infecciones del sitio quirúrgico: epidemiología, microbiología y prevención. Infección J Hosp. 2008;70(Suplemento 2):3–10.

Artículo PubMed Google Académico

Matossian C, Makari S, Potvin R. Cirugía de cataratas y métodos de cierre de heridas: una revisión. Clin Oftalmol. 2015;9:921–8.

PubMed PubMed Central Google Académico

Slieker JC, Daams F, Mulder IM, Jeekel J, Lange JF. Revisión sistemática de la técnica de anastomosis colorrectal. Cirugía JAMA. 2013;148(2):190–201.

Artículo PubMed Google Académico

George W. Sutura o grapado en cirugía gastrointestinal: un estudio prospectivo aleatorizado. Br J Surg. 1991;78(3):337–41.

Artículo Google Académico

Taboada GM, Yang K, Pereira MJN, Liu SS, Hu Y, Karp JM, et al. Superando las barreras traslacionales de los adhesivos tisulares. Nat Rev Mater. 2020;5(4):310–29.

Artículo Google Académico

Korde JM, Kandasubramanian B. Cianoacrilatos de alquilo biocompatibles y sus derivados como bioadhesivos. Biomater Sci. 2018;6(7):1691–711.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Bouten PJM, Zonjee M, Bender J, Yauw STK, Van Goor H, Van Hest JCM, et al.. La química de los materiales adhesivos tisulares. Prog Polym Sci. 2014;39(7):1375–405.

Artículo CAS Google Académico

Bhagat V, Becker ML. Adhesivos degradables para cirugía e ingeniería de tejidos. biomacromol. 2017;18(10):3009–39.

Artículo CAS Google Académico

Patel S, Rodríguez-Merchan EC, Haddad FS. El uso de la cola de fibrina en la cirugía de la rodilla. Cirugía de articulación ósea J Br. 2010;92(10):1325–31.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Rousou JA. Uso de selladores de fibrina en cirugía cardiovascular: una revisión sistemática. Cirugía de la tarjeta J. 2013;28(3):238–47.

Artículo PubMed Google Académico

Spotnitz WD. Sellador de fibrina: pasado, presente y futuro: una breve revisión. Cirugía Mundial J. 2010;34(4):632–4.

Artículo PubMed Google Académico

Cosgrove GR, Delashaw JB, Grotenhuis JA, Tew JM, Van Loveren H, Spetzler RF, et al. Seguridad y eficacia de un nuevo sellador de hidrogel de polietilenglicol para la reparación dural hermética. J Neurocirugía. 2007;106(1):52–8.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Wallace DG, Cruise GM, Rhee WM, Schroeder JA, Prior JJ, Ju J, et al. Un sellador de tejidos a base de polietilenglicol multifuncional reactivo. J Biomed Mater Res. 2001;58(5):545–55.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Rose S, Prevoteau A, Elzière P, Hourdet D, Marcellan A, Leibler L. Soluciones de nanopartículas como adhesivos para geles y tejidos biológicos. Naturaleza. 2014;505(7483):382–5.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Barrett DG, Bushnell GG, Messersmith PB. Adhesivos para tejidos mecánicamente robustos, de expansión negativa, inspirados en mejillones. Adv Healthc Mater. 2013;2(5):745–55.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Cintron-Cruz JA, Freedman BR, Lee M, Johnson C, Ijaz H, Mooney DJ. Adhesivos tisulares topológicos rápidos y ultrarresistentes. Materia Avanzada. 2022;34(35):e2205567.

Artículo PubMed Google Académico

Yuk H, Varela CE, Nabzdyk CS, Mao X, Padera RF, Roche ET, et al. Cinta seca de doble cara para la adhesión de tejidos húmedos y dispositivos. Naturaleza. 2019;575(7781):169–74.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Li YJ, Wei SC, Chu HW, Jian HJ, Anand A, Nain A, et al. NanoVelcro a base de poliquercetina como apósito multifuncional para heridas para el tratamiento eficaz de infecciones crónicas de heridas. Chem Eng J. 2022;437:135315.

Artículo CAS Google Académico

Luo LJ, Nguyen DD, Huang CC, Lai JY. Láminas de hidrogel terapéuticas programadas con administración de fármacos en varias etapas para el tratamiento eficaz de la abrasión corneal. Chem Eng J. 2022;429:132409.

Artículo CAS Google Académico

Yang J, Bai R, Suo Z. Adhesión topológica de materiales húmedos. Materia Avanzada. 2018;30(25):e1800671.

Artículo PubMed Google Académico

Huang ZY, Hong W, Suo Z. Análisis no lineales de arrugas en una película unida a un sustrato compatible. J Mech Phys Sólidos. 2005;53(9):2101–18.

Artículo CAS Google Académico

Xue B, Gu J, Li L, Yu W, Yin S, Qin M, et al. Cintas de hidrogel para una fuerte adherencia en húmedo tolerante a fallas. Nat Comun. 2021;12(1):7156.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Hong Y, Zhou F, Hua Y, Zhang X, Ni C, Pan D, et al. Un hidrogel hemostático fuertemente adhesivo para la reparación de hemorragias arteriales y cardíacas. Nat Comun. 2019;10(1):2060.

Artículo PubMed PubMed Central Google Académico

Shagan A, Zhang W, Mehta M, Levi S, Kohane DS, Mizrahi B. Pistola de pegamento caliente que libera adhesivo tisular biocompatible. Función Adv Materia. 2020;30(18):1900998.

Artículo CAS Google Académico

Tatooles CJ, Braunwald NS. El uso de gelatina reticulada como adhesivo tisular para controlar la hemorragia del hígado y el riñón. Cirugía. 1966;60(4):857–61.

CAS PubMed Google Académico

Alam HB, Chen Z, Jaskille A, Querol RILC, Koustova E, Inocencio R, et al. La aplicación de un agente hemostático de zeolita logra una supervivencia del 100 % en un modelo letal de lesión inguinal compleja en cerdos. J Trauma. 2004;56(5):974–83.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Wang Y, Jia K, Xiang C, Yang J, Yao X, Suo Z. Adhesión instantánea, resistente y no covalente. Interfaces de material de aplicación ACS. 2019;11(43):40749–57.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Hickman DA, Pawlowski CL, Sekhon UDS, Marks J, Gupta AS. Biomateriales y tecnologías avanzadas para el manejo hemostático del sangrado. Materia Avanzada. 2018;30(4):58. https://doi.org/10.1002/adma.201700859.

Artículo CAS Google Académico

Peng X, Xu X, Deng Y, Xie X, Xu L, Xu X, et al. Polvo ultrarrápido autogelificante y adhesivo húmedo para hemostasia aguda y cicatrización de heridas. Función Adv Materia. 2021;31(33):2102583.

Artículo CAS Google Académico

Yuk H, Wu J, Sarrafian TL, Mao X, Varela CE, Roche ET, et al. Sellado hemostático rápido e independiente de la coagulación mediante una pasta inspirada en la cola de percebes. Nat Biomed Ing. 2021;5(10):1131–42.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Nguyen DD, Lai JY. Síntesis, propiedades bioactivas y aplicaciones biomédicas de nanopartículas intrínsecamente terapéuticas para el tratamiento de enfermedades. Chem Eng J. 2022;435:134970.

Artículo CAS Google Académico

Peng X, Li Y, Li T, Li Y, Deng Y, Xie X, et al. Hidrogel derivado de coacervado con repulsión de agua efectiva y bioadhesión subacuática robusta que promueve la cicatrización de heridas. Ciencia avanzada (Weinh). 2022;9(31):e2203890.

Artículo PubMed Google Académico

Yang W, Sherman VR, Gludovatz B, Schaible E, Stewart P, Ritchie RO, et al. Sobre la resistencia al desgarro de la piel. Nat Comun. 2015;6:6649.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Xia X, Chiu PWY, Lam PK, Chin WC, Ng EKW, Lau JYW. Secretoma de células madre mesenquimales derivadas de tejido adiposo condicionado por hipoxia promueve la curación de la lesión de la mucosa gástrica en un modelo de roedor. Biochim Biophys Acta Mol Base Dis. 2018;1864(1):178–88.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Lang N, Pereira MJ, Lee Y, Friehs I, Vasilyev NV, Feins EN, et al. Un pegamento quirúrgico resistente a la sangre para la reparación mínimamente invasiva de vasos y defectos cardíacos. Sci Transl Med. 2014;6(218):2186.

Artículo Google Académico

Wu J, Yuk H, Sarrafian TL, Guo CF, Griffiths LG, Nabzdyk CS, et al. Un parche bioadhesivo listo para usar para la reparación sin suturas de defectos gastrointestinales. Sci Transl Med. 2022;14(630):2857.

Artículo Google Académico

Li J, Celiz AD, Yang J, Yang Q, Wamala I, Whyte W, et al. Adhesivos resistentes para diversas superficies húmedas. Ciencia. 2017;357(6349):378–81.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Yang Z, Ma Z, Liu S, Li J. Adhesión de tejidos con hidrogeles resistentes: experimentos y modelado. Materia mecánica. 2021;157:103800.

Artículo Google Académico

Tilden W, Griffiths M, Cross S. Intestino vascular y lesión mesentérica en trauma abdominal cerrado: una experiencia de un solo centro. Clín Radiol. 2021;76(3):213–23.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Feng JS, Li JY, Yang Z, Chen XY, Mo JJ, Li SH. La anastomosis de lado a lado con grapas podría ser beneficiosa en la resección intestinal para la enfermedad de Crohn: una revisión sistemática y un metanálisis en red. Medicamento. 2018;97(15):e0315.

Artículo PubMed PubMed Central Google Académico

KannBR. Consideraciones anastomóticas en la enfermedad de Crohn. Cirugía Rectal Clin Colon. 2022;36(1):63–73.

Académico de Google de PubMed

Busić Z, Lovrić Z, Amić E, Busić D, Lovrić L. Lesiones del intestino delgado en trauma abdominal penetrante durante la guerra: hallazgos de seguimiento de diez años. Mil Med. 2004;169(9):721–2.

Artículo PubMed Google Académico

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Los autores agradecen al Prof. Zhen Gu, al Prof. Tao Xie y al Prof. Hao-Fei Zhou de la Universidad de Zhejiang por sus útiles consejos. Los autores agradecen al Prof. Bao-Hua Ji y Guang-Song Xie por el apoyo técnico del microscopio confocal.

Este trabajo fue apoyado por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (12102388, T2125009, 92048302), el Programa Nacional de Investigación y Desarrollo Clave de China 2017 (YFA0701100) y los Fondos de Investigación Fundamental para las Universidades Centrales (226-2022-00141, 2022QZJH52) ).

Yao-Ting Xue, Ming-Yu Chen y Jia-Sheng Cao contribuyeron igualmente a este trabajo.

Departamento de Ingeniería Mecánica, Universidad de Zhejiang, Hangzhou, 310027, China

Yao-Ting Xue, Lei Wang, Si-Yang Li, Xin-Ge Li, Kai-Hang Zhang, Xu-Xu Yang, Tie-Feng Li y Wei Yang

Laboratorio clave de máquinas blandas y dispositivos inteligentes de la provincia de Zhejiang, Universidad de Zhejiang, Hangzhou, 310027, China

Yao-Ting Xue, Lei Wang, Si-Yang Li, Xin-Ge Li, Kai-Hang Zhang, Shu-Qiang Hao, Xu-Xu Yang, Tie-Feng Li y Wei Yang

Centro de Mecánica X, Departamento de Ingeniería Mecánica, Universidad de Zhejiang, Hangzhou, 310027, China

Yao-Ting Xue, Lei Wang, Si-Yang Li, Xin-Ge Li, Kai-Hang Zhang, Tuck-Whye Wong, Xu-Xu Yang, Tie-Feng Li y Wei Yang

Departamento de Cirugía General, Hospital Sir Run-Run Shaw, Universidad de Zhejiang, Hangzhou, 310016, China

Ming-Yu Chen, Jia-Sheng Cao, Jia-Hao Hu, Ji-Liang Shen, Sarun Juengpanich y Xiu-Jun Cai

Materiales inteligentes blandos Co., Ltd, Suzhou, 215123, China

Si-Bo Cheng

Escuela de Ingeniería Biomédica y Ciencias de la Salud y Centro de Investigación de Tecnología Avanzada de Membranas, Universiti Teknologi Malaysia, 81310, Skudai, Malasia

Tuck Whye Wong

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XXY, TFL e YTX contribuyeron a la concepción del estudio. YTX y XXY inventaron los materiales y el método para las partículas de criogel adhesivo. YTX, XXY, SYL, SQH y LW llevaron a cabo las pruebas y análisis mecánicos. JSC, MYC, JHH, JLS y SJ diseñaron y realizaron los experimentos in vitro, ex vivo y los estudios en ratas in vivo. MYC, JSC y JLS diseñaron y realizaron los estudios en conejos in vivo. YTX, KHZ, SBC y XGL ayudaron a visualizar los datos. XXY, YTX, JSC y MYC escribieron el manuscrito original, y XJC, TFL, WY y TWW revisaron y editaron el manuscrito. YXX, TFL, MYC, XJC y WY supervisaron el proyecto. Todos los autores leyeron y aprobaron el manuscrito final.

Correspondencia a Xu-Xu Yang.

Todos los estudios en animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Zhejiang (#ZJU20220181) y el personal del Centro Experimental Animal del Hospital Sir Run-Run Shaw de la Universidad de Zhejiang supervisó el cuidado posoperatorio.

No aplica.

Los autores declaran que no tienen intereses contrapuestos.

: Figura S1. Preparación de ACP. Figura S2. Prueba de energía de adhesión de varios tejidos puenteados por ACP. Figura S3. Imágenes de microscopio electrónico de barrido de interfaces de adhesión por ACP. Figura S4. M Espectro FTIR de transmisión de ACP. Figura S5. Cuantificación de monómero residual en ACP por HPLC Fig. S6. Imágenes de microscopía confocal del ensayo vivo/muerto de LO2 y Caco-2. Figura S7. El resultado del análisis de sangre de las ratas 2 semanas después de la implantación subcutánea dorsal. Figura S8. Los resultados del análisis de sangre de ratas después de cirugías hepáticas durante 2 semanas. Figura S9. Los resultados del análisis de sangre de conejos después de la anastomosis intestinal durante 2 semanas. Figura S10. Evaluación histológica del intestino delgado de conejo y del hígado de rata in vivo. Figura S11. Formación y degradación de la red polimérica de los ACP. Figura S12. Propiedad mecánica del hidrogel PAAc reticulado con quitosano. Figura S13. Propiedades mecánicas de hidrogeles mediante la agregación de ACP en agua. Figura S14. Demostración ex vivo de las aplicaciones de los ACP. Figura S15. Ensayo de tracción del intestino grueso porcino reconstruido mediante sutura y ACP. Figura S16. Presión de ruptura del intestino grueso porcino reconstruido mediante sutura y ACP. Figura S17. Prevención de adherencias abdominales para anastomosis intestinales de lado a lado con ACP para modelo de conejo in vivo.

Archivo adicional 2: Reparación del hígado porcino dañado por ACP ex vivo.

Archivo adicional 3: los ACP unen un hígado de rata sangrante in vivo.

Archivo adicional 4: Reparación de un estómago porcino perforado por ACP ex vivo.

Archivo adicional 5: Reparación de un intestino porcino cortado por ACP ex vivo.

Archivo adicional 6: anastomosis intestinal de lado a lado por ACP in vivo.

Archivo adicional 7: anastomosis intestinal de extremo a extremo por ACP in vivo.

Archivo adicional 8: Presión de estallido de intestino porcino puenteado por ACP y sutura.

Acceso abierto Este artículo tiene una licencia internacional Creative Commons Attribution 4.0, que permite el uso, el intercambio, la adaptación, la distribución y la reproducción en cualquier medio o formato, siempre que se otorgue el crédito correspondiente al autor o autores originales y a la fuente. proporcionar un enlace a la licencia Creative Commons e indicar si se realizaron cambios. Las imágenes u otro material de terceros en este artículo están incluidos en la licencia Creative Commons del artículo, a menos que se indique lo contrario en una línea de crédito al material. Si el material no está incluido en la licencia Creative Commons del artículo y su uso previsto no está permitido por la regulación legal o excede el uso permitido, deberá obtener el permiso directamente del titular de los derechos de autor. Para ver una copia de esta licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/. La renuncia de Creative Commons Public Domain Dedication (http://creativecommons.org/publicdomain/zero/1.0/) se aplica a los datos disponibles en este artículo, a menos que se indique lo contrario en una línea de crédito a los datos.

Reimpresiones y permisos

Xue, YT., Chen, MY., Cao, JS. et al. Partículas de criogel adhesivas para puentear defectos tisulares confinados e irregulares. Militar Med Res 10, 15 (2023). https://doi.org/10.1186/s40779-023-00451-1

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Recibido: 06 Octubre 2022

Aceptado: 05 de marzo de 2023

Publicado: 23 de marzo de 2023

DOI: https://doi.org/10.1186/s40779-023-00451-1

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